不同负载温度下红细胞内海藻糖和葡萄糖含量比较

目的探索适合海藻糖和葡萄糖联合负载红细胞的温度,为冷冻干燥红细胞提供基础。方法分别采用0mol／L、0．125mol／L、0．25mol／L、0．5mol／L和1mol／L的海藻糖联合葡萄糖在4℃、25℃和37℃负载红细胞6h。然后检测负载红细胞内海藻糖和葡萄糖的浓度。结果4℃和25℃下,海藻糖和葡萄糖联合负载红细胞后,进入红细胞的海藻糖和葡萄糖含量相差不大。37℃下负载红细胞后,负载入红细胞的海藻糖和葡萄糖含量均较4℃组明显增高。结论37℃下负载红细胞,更有利于海藻糖和葡萄糖进入细胞内,能够满足冰冻干燥红细胞的负载要求。     

不同温度下海藻糖联合葡萄糖负载红细胞后溶血情况

目的探索海藻糖和葡萄糖联合负载红细胞的最适温度,为冷冻干燥红细胞提供基础。方法分别采用0、0.125、0.25、0.5和1mol/L的海藻糖联合葡萄糖在4℃、25℃和37℃负载红细胞6h。然后检测上清液中游离血红蛋白和乳酸脱氢酶含量。结果负载液浓度为1mol/L时,3种温度下的细胞溶血程度较重,即上清中游离血红蛋白和乳酸脱氢酶浓度较高。在浓度低于1mol/L时,25℃负载后,红细胞溶血程度较高。4℃和37℃负载时,上清中游离血红蛋白和乳酸脱氢酶浓度较低。结论在浓度小于1mol/L时,海藻糖联合葡萄糖在4℃和37℃情况下,负载红细胞后对细胞的损伤较小,能够满足冻存的负载要求。     

人红细胞冻干保护剂配方及浓度的优化

本研究探讨不同红细胞冻干保护剂配方及浓度的变化对红细胞冻干-复水后回收率的影响。应用一系列不同浓度的聚乙烯吡咯烷酮（PVP）、海藻糖及不同渗透性保护剂组成的红细胞冻干保护剂保护冻干红细胞并检测冻干红细胞复冰后红细胞及血红蛋白的回收率．结果显示：荷载海藻糖的红细胞在添加不同浓度保护剂保护下各组的红细胞损失率差异具有显著性（P〈0．05或P〈0．01），其中以有PVP360的保护液组中的细胞损失最大（0．24％），含有PVP40且胞外海藻糖浓度为150mmol／L时，红细胞的损失最小（0．02％）．海藻糖浓度为150mmol／L与海藻糖浓度为50mmol／L的保护剂组之间存在统计学差异（P〈0．01）。冻干红细胞在添加不同PVP40浓度的冻干保护剂作用再水化后红细胞和血红蛋白回收率也不相同。15％PVP40＋150mmol／L海藻糖＋2％BSA在红细胞冻干中的保护效果最好，红细胞和血红蛋白回收率分别为（61．29±4．93）％，（62．49±5．91）％，与其它各组间存在显著差异（P〈0．01）。含有甘油的冻干保护液对红细胞冻干过程中的保护效果最好，红细胞和血红蛋白回收率分别为（65．97±4．52）％和（67．24±5．94）％，与其它渗透性保护剂组相比存在显著性差异（P〈0．01）。结论：红细胞冻干保护剂为0．8mol／L甘油＋15％PVP40＋150mmol／L海藻糖＋2％BSA是最佳保护剂浓度配方。     

冻干前人红细胞对海藻糖的负载影响因素研究

目的研究影响海藻糖负载多种因素,探讨人红细胞对负载海藻糖的影响因素及规律性。方法根据红细胞海藻糖的负载量衡量,利用硫酸-蒽酮法检测红细胞在不同胞外海藻糖浓度、不同孵育时间、不同孵育温度的条件下对海藻糖的摄取量,并检测红细胞溶血程度。结果红细胞内海藻糖在负载液中的浓度<1000 mmol/L、负载时间<9 h、负载温度<37℃条件下,海藻糖的摄取量呈正相关。在负载液中浓度为0、200、400、600、800、1000mmol/L时,红细胞内海藻糖浓度分别为0、10.03、14.5、41.7、55.3和71.6 mmol/L;在温度为37℃时红细胞在浓度为1 000 mmol/L负载液中分别孵育0、1、3、5、7、9 h,胞内海藻糖浓度分别为0、5.73、6.11、55.7、和61.2 mmol/L。对温度、时间和胞外海藻糖浓度的统计分析显示,温度对负载后胞内海藻糖浓度的影响最大(P<0.01)。结论37℃、采用新鲜红细胞在海藻糖浓度为800 mmol/L的负载缓冲液中孵育7 h能有效摄取海藻糖,使之达到对红细胞起到冻干保护作用的胞内海藻糖理论浓度。     

细胞内外海藻糖对红细胞冰冻干燥保存的影响

目的研究细胞内海藻糖对红细胞冻干保存后血红蛋白回收率及ATP水平影响。在一定条件下负载红细胞,细胞内海藻糖浓度保持恒定,研究细胞外不同浓度的海藻糖对红细胞冰冻干燥保存的影响。方法将浓缩红细胞在37℃,浓度为800 mmol的海藻糖溶液中孵育7 h,制成海藻糖负载的浓缩红细胞,对照组为PBS负载浓缩红细胞,行冻干保存,测定Hb回收率及细胞内ATP水平。将PBS液、浓度为50 mmol、200 mmol、400 mmol的海藻糖溶液与海藻糖负载浓缩红细胞按1∶1比例混匀,行冻干保存及再水化,用氰化血红蛋白试剂盒测定Hb溶血率,计算Hb回收率。结果经海藻糖负载的红细胞冻干保存,Hb回收率(44.46±5.15)%,细胞内ATP水平(1.91±0.33)μmol/gHb,对照组Hb回收率(7.71±2.71)%,细胞内ATP水平(0.88±0.25)μmol/gHb。2组相比较,P0.05,差异有统计学意义。细胞外PBS液组Hb回收率为(10.36±0.97)%,50 mmol海藻糖组,Hb回收率为(33.57±2.89)%,200 mmol海藻糖组,Hb回收率为(38.64±0.54)%,400 mmol海藻糖组,Hb回收率为(18.10±1.9)%。对照组PBS液组与50 mmol组、200 mmol组、40 0mmol组分别比较,差异有统计学意义。400 mmol组与200 mmol组、5 0 mmol组分别比较,差异有统计学意义(P0.01)。200 mmol组与50 mmol组相比较,差异无统计学意义。结论细胞内的海藻糖大大提高冻干红细胞Hb回收率且可保持冻干红细胞正常ATP水平。细胞外的海藻糖对红细胞冻干保存有保护作用,随着细胞外液中海藻糖浓度增加,冻干红细胞Hb回收率减少。     

海藻糖水替代机制对冻干红细胞保护作用的探讨

目的探讨海藻糖对冻干红细胞复水回收率和残余水含量的影响及其对红细胞膜的保护机制。方法将红细胞分别与100、200、400、600、800、1 000 mmol/L海藻糖负载溶液孵育,共6组,并设置对照组,用海藻糖检测试剂盒特异性检测红细胞中海藻糖加载量;用冷冻干燥机对红细胞做冷冻干燥,Karl-Fisher滴定法结合卡式炉法测定冻干红细胞中残余水含量;细胞计数仪检测复水后红细胞数目。结果随着负载海藻糖溶液浓度的上升,冻干红细胞复水回收率先平稳后上升,当负载溶液浓度达到800 mmol/L时回收率最高;残余水含量先保持不变,然后下降,当负载溶液浓度达到800和1 000 mmol/L时,残余水含量(%)3.47±0.21和2.43±0.18。此外,冻干红细胞组与冻干血影细胞组残余水相同。结论初步证实了海藻糖通过水替代作用保护红细胞膜。     

冻干前负载海藻糖和葡萄糖对红细胞形态的影响姚根宏简

目的 观察红细胞负载海藻糖和葡萄糖前后形态学变化,为冷冻干燥红细胞提供依据.方法 应用0.5 mol/L海藻糖和葡萄糖37C负载红细胞6h,在光镜和电镜下观察红细胞形态.结果 光镜和电镜下,负载前红细胞形态呈正常的双凹圆盘形,极少数红细胞表面有不规则突起.负载后,大多数红细胞呈现有不规则突起的棘型红细胞形态.结论 红细胞在负载前后形态学发生明显变化,应采取措施减少或阻止这种改变.     

人红细胞对糖类摄取的规律性研究

人红细胞冰冻干燥保存在临床应用中具有重要意义.一些糖类,特别是海藻糖,能提高一些低等生物或细胞对干燥环境的耐受性,但如何将糖类导入细胞内又是一个挑战.本研究探讨人红细胞对糖类摄取的规律性.于不同温度（4、25和37℃）、不同浓度（0、0.2、0.4、0.6、0.8、1 mol/L）及不同培育时间（1、3、5、7、9小时）条件下检测了红细胞对海藻糖和葡萄糖的吸收率及游离血红蛋白量,并测定了红细胞变性指数.结果表明：随着温度的上升和细胞外糖浓度的增加,红细胞的糖吸收率也随之上升,细胞内的海藻糖和葡萄糖浓度分别可以达到30 mmnol/L和40 mmol/L以上.但孵育时间对海藻糖和葡萄糖的吸收率影响不同,随着时间的延长,细胞内海藻糖浓度呈先升高而后降低的趋势,而葡萄糖吸收率则呈稳定上升的趋势.但是糖吸收过程对红细胞的游离血红蛋白和变形性产生不利的影响,尤其是海藻糖,这主要来源于渗透压伤害.结论：红细胞的糖吸收率与孵育温度、外源糖浓度和孵育时间的关系密切,而且在一定条件下的糖吸收效率也较高,但此过程对红细胞有一定的伤害,这可能会影响糖类在红细胞冰冻干燥保存研究中的应用前景.今后的研究工作应集中于如何处理细胞伤害和糖吸收效率的关系.     

血小板冷冻干燥基础保护剂添加不同含量的不同糖类的实验研究

目的 探讨不同含量的不同种糖类作为血小板冷冻干燥基础保护剂的添加剂,对血小板冷冻干燥制剂保存的影响.方法 选择2013年11月至2014年3月于安徽省血液中心采集、制备的浓缩血小板为研究对象.取血小板冷冻干燥基础保护剂3 mL,分别添加葡萄糖、麦芽糖、蔗糖、海藻糖各0.60g及混合糖0.60 g(葡萄糖、麦芽糖、蔗糖和海藻各0.15 g),配制成血小板冷冻干燥保护剂,将其分别纳入葡萄糖组,麦芽糖组,蔗糖组,海藻糖组及混合糖组.采用血小板冷冻干燥基础保护剂分别调节萄糖组、麦芽糖组、蔗糖组及海藻糖组糖类含量分别为0.05,0.10,0.15及0.20 g/mL;采用血小板冷冻干燥基础保护剂调节混合糖组混合糖含量分别为0.04,0.08,0.12,0.16及0.20 g/mL.检测不同含量的不同糖类血小板冷冻干燥保护剂的渗透压值.采用纯水进行冷冻干燥血小板复水,并检测复水后血小板体积分布宽度(PDW)值、血小板平均体积(MPV)值及血小板回收率.统计学分析5组血小板冷冻干燥保护剂渗透压值,以及冷冻干燥血小板复水后MPV值、PDW值和回收率的差异.结果 ①葡萄糖组、麦芽糖组、蔗糖组和海藻糖组的组间、组内渗透压值比较,差异均有统计学意义(P＜0.05);当糖含量相同(均为0.05 g/mL或0.10 g/mL或0.15 g/mL)时,葡萄糖组渗透压值高于麦芽糖组、蔗糖组和海藻糖组;随着糖含量增高,冷冻干燥保护剂渗透压值增加.②冷冻干燥血小板复水后,葡萄糖组和麦芽糖组MPV值均小于蔗糖组和海藻糖组,差异均有统计学意义(P＜0.05).③冷冻干燥血小板复水后,葡萄糖组PDW值小于麦芽糖组、蔗糖组和海藻糖组,差异均有统计学意义(P＜0.05).④葡萄糖组、麦芽糖组、蔗糖组和海藻糖组间冷冻干燥血小板复水回收率比较,差异无统计学意义(P＞0.05),但以添加0.15 g/mL海藻糖和0.10 g/mL蔗糖时,冷冻干燥血小板复水回收率较高,分别为(94.04±6.03)％和(95.35±5.15)％.⑤混合糖组不同混合糖含量血小板冷冻干燥保护剂渗透压值比较,差异有统计学意义(F=76.167,P=0.000),且血小板冷冻干燥保护剂渗透压值随着混合糖含量增加而增高;不同含量混合糖冷冻干燥血小板复水后,混合糖组PDW值、MPV值和回收率比较,差异均无统计学意义(P＞0.05),但以添加0.16 g/mL混合糖类时,冷冻干燥血小板复水回收率最高,为(77.55±15.98)％.结论 通过添加不同含量的不同糖类或混合糖类作为血小板冷冻干燥基础保护剂的添加剂发现,0.10 g/mL蔗糖、0.15 g/mL海藻糖和0.16 g/mL混合糖分别为适宜血小板冷冻干燥保护剂的单一糖类和混合糖类添加剂,但其对维持血小板功能的影响有待进一步研究.     

海藻糖、蔗糖、葡萄糖负载红细胞对冻干红细胞影响的比较

目的探讨细胞内的海藻糖、蔗糖、葡萄糖对冻干红细胞的影响。方法以海藻糖、蔗糖、葡萄糖、PBS作负载液,将红细胞置各负载液中孵育37℃、7h,然后冻干红细胞。再水化后测定血红蛋白回收率及红细胞内ATP含量,评价海藻糖、蔗糖、葡萄糖对冻干红细胞的影响。结果冻干后血红蛋白回收率:负载海藻糖、蔗糖及葡萄糖的红细胞明显高于PBS负载红细胞(P<0.001),海藻糖与蔗糖负载明显优于葡萄糖负载(P<0.001),海藻糖与蔗糖负载的红细胞无明显差异(P>0.05)。冻干后细胞内ATP含量:葡萄糖负载红细胞明显高于海藻糖及蔗糖负载红细胞(P<0.001),负载海藻糖高于负载蔗糖(P<0.05)。可认为负载海藻糖、蔗糖及葡萄糖的红细胞冻干后,细胞内的ATP水平葡萄糖组最高,海藻糖组其次,蔗糖组最低。结论细胞内的海藻糖、蔗糖、葡萄糖对冻干红细胞均有保护作用,综合血红蛋白回收率及红细胞内ATP含量,海藻糖较蔗糖及葡萄糖保护作用更好。     

海藻糖负载对人红细胞膜的影响

本研究通过对海藻糖负载后红细胞膜各项理化指标检测,评价海藻糖对红细胞膜的保护作用。以海藻糖负载红细胞为实验组,未负载海藻糖红细胞为对照组,在不同渗透压的NaCl溶液中,检测2组红细胞膜渗透脆性变化,流式细胞术和红细胞变形仪分别检测2组红细胞膜的完整性和变形性。结果显示:对照组红细胞在渗透压为160 mOsm的NaCl溶液中溶血率为50%,而实验组红细胞出现50%溶血率的NaCl溶液渗透压为121.4 mOsm。流式细胞术检测结果显示,红细胞负载海藻糖后,细胞膜结合的AnnexinⅤ-FITC量很少,并且通过300 mOsm磷酸盐缓冲液的洗涤,破损细胞能被有效清除。负载后红细胞变形能力有所下降,2组之间存在显著差异(P<0.01)。结论:红细胞摄取海藻糖后能够在高渗环境中保持细胞膜稳定性和结构完整性。     

海藻糖负载对人红细胞冷冻干燥保存影响的实验研究

目的初步探讨红细胞冻干长期保存的有效方法,并比较冻干前海藻糖的负载与否对红细胞冻干保存效果的影响。方法实验设实验组(负载海藻糖冻干-复水后红细胞):37℃,红细胞负载海藻糖7h后,采用主要成分为含有15%聚乙烯吡咯烷酮(PVP)和150mmol/L,海藻糖的缓冲液作为保护液,在设定的降温程序下冻干保存红细胞;对照组:未负载海藻糖冻干-复水后红细胞。冻干结束后用37℃的再水化液快速水化,检测2组的各项理化指标。结果实验组红细胞冻干再水化后RBC和Hb回收率要高于对照组(P<0.05);ATP酶和葡萄糖-6-磷酸脱氢镁(G-6-PD)活性水平显著差异有统计学意义(P<0.05))。结论胞内海藻糖对红细胞冻干具有明显的保护作用,红细胞在37℃孵育7h的条件负载海藻糖后冻干-复水后能保持细胞的理化稳定性。     

海藻糖保护同种带瓣大动脉的最适浓度

背景：目前液氮低温保护组织和器官技术已经非常成熟,但其保护剂一直以来争论不一。目的：观察不同冷冻保护剂对液氮深低温冻存同种带瓣大动脉组织细胞凋亡和代谢的影响,寻求最佳的冷冻保护剂及冷冻保护剂的最适浓度。方法：取新西兰大白兔带瓣主动脉、肺动脉标本,将其在液氮中冻存12,15,18个月,冻存液分别使用0.1mol/L二甲基亚砜,0.1mol/L海藻糖,0.1mol/L海藻糖＋0.1mol/L二甲基亚砜,0.2mol/L海藻糖＋0.1mol/L二甲基亚砜,0.3mol/L海藻糖＋0.1mol/L二甲基亚砜。标本复温后,免疫组织化学方法检测标本的细胞凋亡情况,葡萄糖消耗量测定法检测组织细胞的代谢水平。结果与结论：免疫组织化学和葡萄糖消耗量测定结果均显示经0.1mol/L海藻糖＋0.1mol/L二甲基亚砜,0.2mol/L海藻糖＋0.1mol/L二甲基亚砜冻存液处理的标本冻存效果最好,其次是经0.3mol/L海藻糖＋0.1mol/L二甲基亚砜处理和经0.1mol/L海藻糖单独处理的标本,单独使用0.1mol/L二甲基亚砜处理的标本冻存效果最差。说明海藻糖对液氮深低温保存同种带瓣大动脉活性有很好的保护作用,单独使用海藻糖优于单独使用二甲基亚砜,联合应用海藻糖和二甲基亚砜效果更好,且联合应用的海藻糖最佳浓度范围是0.10~0.20mol/L。     

波动性高糖对人视网膜色素上皮细胞氧化应激的影响

目的 对比研究波动性高糖与恒定高糖对人视网膜色素上皮（HRPE）细胞氧化应激的影响.方法 培养HRPE细胞株,根据培养条件不同分为4组：（1）正常对照组：5.5 mmol/L葡萄糖;（2）恒定高糖组：33.0 mmol/L葡萄糖;（3）波动性高糖组：5.5 mmol/L和33.0 mmol/L葡萄糖波动组,日间每3小时高糖、2小时低糖交替3次,高糖过夜;（4）渗透压控制组：33.0 mmol/L甘露醇.每组均设6个复孔,置于37℃、5％ CO2孵箱中,分别于培养24、48、72 h收集细胞培养上清液用于过氧化物歧化酶（SOD）、谷胱甘肽（GSH）、丙二醛检测.结果 （1）培养24 h,波动性高糖组SOD为（12.1 ±3.0） U/ml,GSH为（68.5±3.8） mg/L,丙二醛为（17.5±3.0） μmol/L;恒定高糖组SOD为（21.8±1.6） U/ml,GSH为（90.8±4.8） mg/L,丙二醛为（12.9±1.2） μmol/L;正常对照组SOD为（31.1±4.7） U/ml,GSH为（143.4±8.3） mg/L,丙二醛为（3.1±1.1） μmol/L;渗透压控制组SOD为（32.4±2.8） U/ml,GSH为（143.3±12.8）mg/L,丙二醛为（2.8±1.2） μmol/L.（2）培养48 h,波动性高糖组SOD为（9.6±1.8） U/ml,GSH为（72.5±4.3）mg/L,丙二醛为（19.1 ±1.7） μmol/L;恒定高糖组SOD为（21.0±2.5） U/ml,GSH为（93.4±4.6） mg/L,丙二醛为（11.6±2.2）μmol/L;正常对照组SOD为（31.0±2.5） U/ml,GSH为（145.5±6.6） mg/L,丙二醛为（3.9±1.0） μmol/L;渗透压控制组SOD为（28.4±0.8） U/ml,GSH为（142.0 ±4.9）mg/L,丙二醛为（2.9±0.8）μmol/L.（3）培养72 h,波动性高糖组SOD为（10.9±1.7）U/ml,GSH为（70.9±7.3） mg/L,丙二醛为（19.5±0.5）μmol/L;恒定高糖组SOD为（20.4±1.7）U/ml,GSH为（91.6±7.2） mg/L,丙二醛为（11.2±3.3） μmol/L;正常对照组SOD为（32.4±4.4）U/ml,GSH为（143.0±23.2） mg/L,丙二醛为（3.0±1.0）μmol/L;渗透压控制组SOD为（29.5±2.6）U/ml,GSH为（134.5±11.1） mg/L,丙二醛为（2.8±0.8）μmol/L.（4）培养24、48、72 h波动性高糖组、恒定高糖组与正常对照组相比,差异均有统计学意义（P均＜0.01）,波动性高糖组与恒定高糖组相比,差异均有统计学意义（P均＜0.01）,渗透压控制组与正常对照组相比差异均无统计学意义（P均＞0.05）,与恒定高糖组、波动性高糖组相比,差异均有统计学意义（P均＜0.01）.结论 波动性高糖较恒定高糖对HRPE细胞有更强的氧化应激损伤.     

人红细胞冻干前负载海藻糖最佳化研究

为更好的实现海藻糖在红细胞冻干保存中的保护作用,关键是克服质膜对海藻糖的非渗透性,使胞质内海藻糖达到有效浓度。本研究的目的是通过对人红细胞负载海藻糖的规律性研究,筛选出海藻糖负载的最佳负载条件并评价海藻糖负载对红细胞各项理化指标的影响。在不同孵育温度(4、22和37℃)、孵育时间(0、2、4、6、8、10小时)、不同负载缓冲液浓度(0、200、400、600、800、1000mmol/L)条件下检测新鲜红细胞对海藻糖的成功负载量及红细胞各项理化指标;在固定负载条件下,对新鲜红细胞和4℃保存72小时红细胞海藻糖负载、游离血红蛋白(FHb)、血红蛋白(Hb)和红细胞平均体积(MCV)进行了比较。结果表明:红细胞对海藻糖的负载与孵育温度、时间及负载缓冲液海藻糖浓度密切相关。随着温度的升高、时间的延长和负载缓冲液海藻糖浓度的增加,红细胞对海藻糖的摄取量也随之增加。在海藻糖负载最佳条件下,新鲜红细胞和4℃保存72小时红细胞的胞内海藻糖浓度、FHb浓度分别为65.505±6.314mmol/L、66.2±5.002mmol/L和6.567±2.568g/L、16.168±3.922g/L。结论:红细胞负载海藻糖的最佳条件是采用新鲜红细胞,在37℃条件下、海藻糖浓度为800mmol/L的负载缓冲液中孵育8小时,这一条件可使胞内海藻糖达到有效浓度,并保持红细胞细胞理化性质稳定和膜完整性。     

苯甲醇对红细胞冻干前海藻糖负载红细胞影响研究

为研究苯甲醇对海藻糖负载红细胞的影响,在4℃条件下将红细胞孵育在浓度分别为10、30、50、100mmol/L的苯甲醇-海藻糖溶液中24小时,用氰化血红蛋白试剂盒测定海藻糖负载红细胞的溶血率,用硫酸-蒽酮法检测红细胞内海藻糖浓度水平。结果表明：在100mmol/L苯甲醇-海藻糖溶液组,其红细胞内海藻糖浓度为72±12.98mmol/L,与其它各组相比,有显著统计学差异（p=0.000）;溶血率为17.99±3.75%,与其它各组相比,有显著统计学差异（p=0.000）。结论：苯甲醇可提高海藻糖负载红细胞的负载率,随着苯甲醇浓度的升高红细胞海藻糖负载率也提高,100mmol/L的苯甲醇浓度为可用浓度。