深低温长期保存红细胞的效果评价

目的 对红细胞在深低温(-70±5)℃下保存12年的效果进行评价.方法 采用ACD-B抗凝全血制备浓缩红细胞,加入冰冻保护剂于(-70±5)℃保存12年.快速解冻后,用Haemonetics215型全自动血液处理机洗涤去甘油.洗涤后制备成红细胞悬液,检测其中的红细胞回收率、残余白细胞、残余血小板、甘油残留含量、游离血红蛋白含量,并进行ATP、2,3-DPG的检测.结果 红细胞在深低温保存12年复苏去甘油后除红细胞回收率(71.40％)略低外,其它各项指标均符合中华人民共和国国家标准.深低温保存12年后的红细胞与新鲜红细胞相比,2,3-DPG含量没有显著性差异,ATP含量下降为新鲜红细胞67.2％.结论 用含甘油的冰冻保护剂深低温长期保存红细胞是一种安全、有效的方法.     

红细胞深低温长期保存效果的探讨

目的对红细胞在深低温(-70±5)℃下保存7年的效果评估。方法采用ACD-B抗凝全血制备浓缩红细胞,加入冷冻保护剂(-70±5)℃保存;快速解冻后,用Haemontics215型全自动血液处理机洗涤去甘油;检测洗涤后的红细胞制剂的红细胞回收率、残余白细胞、血小板、游离血红蛋白、体外溶血情况以及甘油残留含量。结果各项指标均能符合国家规定的质量标准。结论用甘油深低温长期保存红细胞是一种安全、有效的方法。     

温度对冰冻红细胞保存的影响

目的观察不同温度条件下红细胞在冰冻、融化、洗涤后的质控指标,分析不同的保存、融化温度对红细胞的影响.方法各取20袋保养液为输血用复方枸橼酸钠抗凝剂(ACD-B)的全血,于采血后6 d内离心制成红细胞悬液,直接滴入(红细胞表面温度在5℃～10℃)红细胞低温保护剂或将红细胞和保护剂在37℃水浴后(红细胞表面温度20℃～22℃)再保存,-80℃冰冻保存数日后取出融化、洗涤.分别于融化后以及洗涤后立即取样测定红细胞回收率、游离血红蛋白.结果与未经加温而直接保存的红细胞相比,37℃水浴后的冰冻红细胞,融化洗涤后的红细胞回收率明显升高,游离血红蛋白明显减少.结论红细胞及低温保护剂经过37℃水浴后能更好地冰冻保存红细胞.但由于操作条件的限制,红细胞融化、洗涤后必须24 h内输注.     

MAP保存液对冻融红细胞的保护作用

低温生物学原理应用于血液(红细胞)保存,可大幅度延长红细胞体外存活时间和存活率。用甘油作为低温保护剂冰冻保存红细胞可以追溯到1950年,自20世纪70年代Meryman将甘油保存红细胞用于人体输血首获成功以来,冷冻血液逐渐在临床输血治疗学中得到推广。由于甘油保存及洗涤过程中会导致溶血,保存过程中也会发生溶血。本血液中心研究改进了冰冻解冻红细胞制备技术,同时对不同红细胞悬液保存红细胞的质量进行初步比较,现报告如下。     

红细胞低温冷冻后免疫功能的变化

目的：对红细胞在-80℃深低温下保存后的红细胞免疫活性的评价。方法：采用ACD-A抗凝全血制备浓缩红细胞,加入甘油冷冻保护剂放-80℃保存,于1周、1个月、3个月、6个月和12个月后复苏,分别在同等实验条件下采用相同方法进行红细胞免疫功能的测定,并与未冰冻前红细胞免疫功能进行比较。结果：红细胞经不同时间冷冻保存后,红细胞免疫功能与未冷冻前比较差异无统计学意义（P〉0.05）。结论：红细胞经-80℃深低温冻存1 a后仍然保留其原有的免疫活性,用甘油深低温长期冻存红细胞是理想的方法。     

人红细胞冰冻干燥保存研究的进展

目前红细胞临床保存方法主要有低温（4℃）和深低温（-80℃或-196℃）保存。4℃保存时间短，而且容易受到细菌污染；深低温保存大大延长了红细胞保存时间，但需要笨重的低温设备，而且由于保护液中含有甘油等渗透性保护剂，解冻后需要反复洗涤。这些缺陷限制了常规红细胞保存方法在一些特殊情况，例如在战争和自然灾害条件下的应用。相对于常规保存方法而言，冰冻干燥具有以下优势：重量大大减轻，便于运输，适合室温保存。易于再水化。本文就冰冻干燥保存红细胞研究的进展和所面临的挑战，尤其是最近海藻糖在冰冻干燥保存过程中的应用以及其作用机制进行了综合讨论，从而为发展一种安全、简单和有效的红细胞冰冻干燥保存方法提出理论指导。     

RhD(-)血液分离设备改进的效果观察

RhD(-)血液常以甘油作为保护剂对红细胞进行低温冰冻保存,临床使用前必须解冻去除甘油,使洗涤后红细胞悬液中甘油残留量含量<10g/L[1],因此解冻后的洗涤过程的操作至关重要。我们在制备解冻红细胞的过程中使用改良设备,取得了满意的效果。1材料与方法1.1材料设备组和改良组各20     

Haemontics215型血液处理机与手工处理的效果比较200051上海市血液中心

目的观察手工法和全自动机器制备冰冻、解冻红细胞在冰冻、融化、洗涤后的质控指标,比较两种方法对红细胞保存效果的差异。方法各取12例保养液为输血用复方枸橼酸钠注射液(ACD-B)的全血,于采血后6d内离心制成红细胞制剂,使用手工和全自动机器直接滴入红细胞低温保护剂,-80℃冰冻保存数日后取出融化,再分别使用手工和全自动机器进行洗涤。于融化后即刻以及洗涤后即刻分别取样测定红细胞回收率、游离血红蛋白。结果与手工法相比,使用全自动机器保存、洗涤的冰冻红细胞,其红细胞回收率明显升高,游离血红蛋白明显减少。结论使用全自动机器保存、洗涤红细胞的效果好、保存时间长、洗涤时间短,完全可以替代手工方法。     

Haemontics215型血液处理机与手工处理的效果比较

目的观察手工法和全自动机器制备冰冻、解冻红细胞在冰冻、融化、洗涤后的质控指标,比较两种方法对红细胞保存效果的差异。方法各取12例保养液为输血用复方枸橼酸钠注射液（ACD—B）的全血,于采血后6d内离心制成红细胞制剂,使用手工和全自动机器直接滴入红细胞低温保护剂,-80℃冰冻保存数日后取出融化,再分别使用手工和全自动机器进行洗涤。于融化后即刻以及洗涤后即刻分别取样测定红细胞回收率、游离血红蛋白。结果与手工法相比,使用全自动机器保存、洗涤的冰冻红细胞,其红细胞回收率明显升高,游离血红蛋白明显减少。结论使用全自动机器保存、洗涤红细胞的效果好、保存时间长、洗涤时间短,完全可以替代手工方法。     

四氢嘧啶对人冰冻红细胞质量影响的初步研究

目的通过在红细胞深低温冰冻的冻存液中添加渗透压调节物-四氢嘧啶(ectoine),检测红细胞冰冻前后的质量,探讨ectoine用于深低温冰冻红细胞的可能性,为ectoine可用于红细胞深低温冰冻的研究提供实验依据。方法取悬浮红细胞样品8袋,每袋分为对照组(复方甘油组、甘油组)和实验组(1.5%ectoine甘油组、3%ectoine甘油组和4.5%ectoine甘油组)共5组。实验组:ectoine起始浓度为1.5%、3%与4.5%(W/V)(加红细胞后终浓度为1.05%、2.10%与3.15%)。将5组(2组对照组与3组实验组)冻存液分别加入红细胞,红细胞冰冻后解冻并洗涤。测定冰冻前(未加冻存液)及解冻洗涤后红细胞数、血红蛋白量、红细胞变形性、渗透脆性,并用电镜扫描,观察红细胞显微形态。结果与2组对照组相比,3%ectoine甘油组红细胞回收率最高(89.26±2.60)%(P0.05);3%ectoine甘油组解冻洗涤的红细胞与冰冻前红细胞,在50~(-1)、100~(-1)、200~(-1)和1 000~(-1)的剪切率值上相比P0.05,差异无统计学意义;1.5%ectoine甘油组解冻洗涤的红细胞,50%溶血率时氯化钠浓度为(4.57±0.08)g/L,3%ectoine甘油组(4.80±0.17)g/L,2组分别与复方甘油组(4.98±0.26)g/L相比P0.05,差异具有统计学意义;电镜扫描显示3组实验组红细胞与复方甘油组红细胞解冻洗涤后,均无棘状和球形红细胞,甘油组可见破膜、皱缩的红细胞。结论3%Ectoine作为渗透压调节物用于冰冻红细胞,可用于高浓度甘油冰冻红细胞时作为渗透压调节物,相对于3%乳酸钠的复方甘油(商品化复方甘油),可提高解冻洗涤的红细胞回收率,改善解冻洗涤的红细胞质量,具有在深低温冰冻红细胞的潜力。