利用CRISPR/Cas9系统构建4T1细胞CXCR4基因敲除稳定细胞株

目的 利用CRISPR/Cas9系统敲除4T1细胞中的CXCR4基因,构建稳定敲除CXCR4基因的4T1细胞株。 方法 根据CRISPR/Cas9靶点设计原则,在美国国立生物技术信息中心（NCBI）上找到CXCR4基因序列的外显子区域,设计两条sgRNA,用LentiCRISPRv2作为载体构建LentiCRISPRv2-sgRNA重组质粒并转化至感受态的Stbl3菌体中,挑取单克隆测序验证并扩大培养提质粒后转染至293T细胞中包装成慢病毒。 收集病毒并感染4T1细胞,通过嘌呤霉素筛选并用有限稀释法分离培养出单克隆细胞。 提取筛选出的单克隆细胞基因组DNA并对敲除位点附近的DNA片段进行PCR扩增并测序;用Real-time PCR检测细胞株CXCR4基因mRNA表达情况;用免疫印迹法检测CXCR4蛋白质的表达情况。 结果 LentiCRISPRv2-sgRNA重组质粒构建成功;经过基因组DNA片段PCR扩增测序得1株缺失27 bp的稳定敲除CXCR4基因的细胞株;细胞株CXCR4mRNA的表达量低且几乎无CXCR4蛋白质的表达。 结论 通过CRISPR/Cas9系统获得靶向敲除CXCR4基因的重组质粒,并筛选出稳定敲除CXCR4基因的细胞株。     

利用CRISPR/CAS9技术构建QKI敲除GC1-spg细胞株及其生物学功能检测

目的利用CRISPR/Cas9基因编辑技术构建QKI敲除的GC1-spg细胞株,并在体外研究QKI对GC1-spg细胞增殖和分化的影响。方法利用CRISPR/Cas9系统的PX330质粒构建敲除QKI的重组质粒,转染GC1-spg野生型细胞,加入嘌呤霉素进行筛选,通过蛋白质免疫印迹(Western blot)和基因测序鉴定出GC1-spg敲除QKI细胞株;常规培养野生型和敲除细胞株,利用细胞计数检测试剂盒(CCK8)绘制增殖曲线和荧光定量PCR(q-PCR)检测减数分裂相关基因变化。结果本研究成功构建出QKI敲除GC1-spg细胞株,与对照组相比,QKI敲除细胞株的增殖明显下降(P0.05),减数分裂相关分子标志基因c-kit、Mtl5和Hspa2表达量明显降低(P0.05)。结论 QKI蛋白可以影响GC1-spg的增殖和分化,因此QKI蛋白可能通过影响增殖和分化而影响精子发生。     

利用CRISPR/Cas9技术构建22q-Enh3增强子元件敲除型A549稳定细胞系

目的 增强子元件敲除细胞系是探索增强子功能的理想细胞模型,为了探索位于22q12.2肺癌易感染色质区的增强子元件22q-Enh3的生物学功能,建立敲除22q-Enh3增强子元件的纯合细胞系.方法 利用CRISPR/Cas9(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/crispr-associated 9)基因敲除技术在非小细胞肺癌A549细胞系中敲除22q-Enh3增强子,并运用流式细胞术、细胞培养以及PCR技术筛选和鉴定敲除型克隆.结果 我们最终获得了3个敲除增强子元件22q-Enh3的纯合子细胞克隆.结论 本研究为进一步研究22q-Enh3增强子元件的生物学功能提供了细胞模型,并为应用CRISPR/Cas9基因敲除技术建立其他增强子元件敲除型纯合子细胞模型积累了宝贵经验.     

利用CRISPR/Cas9系统构建水通道蛋白9基因敲除小鼠

目的 利用CRISPR/Cas9系统敲除小鼠水通道蛋白9(AQP-9)基因,构建稳定敲除AQP-9基因的纯合子AQP-9-/-小鼠.方法 根据CRISPR/Cas9靶点设计原则,在Ensembl数据库上找到AQP-9基因序列的外显子区域,综合分析选定AQP-9-202的公共外显子2,前期在其两边设计7个小向导RNA (...     

利用CRISPR/Cas9技术构建FARS2基因定点突变的大鼠模型

目的:利用CRISPR/Cas9技术构建FARS2基因特定位点突变的大鼠模型。方法:根据FARS2基因序列,设计FARS2基因特异性的单链向导RNA(sgRNA)引物序列并克隆入p U57-T7-GDNA载体。利用T7 RNA聚合酶体外转录sgRNA和Cas9 mRNA。将体外转录的sgRNA/Cas9 mRNA显微注射入SD大鼠受精卵,通过PCR和基因测序对FARS2基因特定位点突变进行检测和鉴定。繁育FARS2基因敲除大鼠并分析后代突变情况。结果:基因测序证实成功构建表达sgRNA载体,成功将sgRNA和Cas9 mRNA直接注射入大鼠受精卵。基因测序鉴定获得5只F0代初建鼠。DNA测序结果证实5号大鼠(ID#5)发生了gac tac突变,该突变并可遗传至子代大鼠。结论:利用CRISPR/Cas9技术成功制备FARS2基因定点突变的大鼠模型,为进一步研究FARS2的功能奠定了基础。     

CRISPR / Cas9 技术构建小鼠癌症模型的初步研究进展

<正>CRISPR(Clustered regularly interspaced short palindromic repeats)首次在K12大肠杆菌的碱性磷酸酶基因位点附近发现,后统一称为规律成簇间隔短回文重复序列,是在大多数细菌、古细菌中广泛存在的一类独特的DNA规律性重复序列~[1]。Cas(CRISPR-associated)基因是位于CRISPR区域临近处的蛋白质编码基因,而且相对保守。Cas基因可与CRISPR转录出的RNA结合并形成核糖核蛋白     

利用CRISPR/Cas9技术制备TCR V基因敲除小鼠

目的利用CRISPR/Cas9基因组编辑技术建立TCR V基因敲除小鼠。方法针对Trbv13-3、Trbv19基因编码序列分别设计向导RNA(single guide RNA,sg RNA),制备相应质粒,将表达sg RNA和cas9蛋白的质粒用Lipo2000转染进小鼠成神经瘤细胞N2A中,通过药物筛选获得细胞库。经过单克隆测序检测细胞库中基因组的突变效率,筛选出效率最佳的sg RNA。体外转录获取sg RNA和Cas9 m RNA,进行小鼠受精卵的显微注射,提取出生的小鼠的基因组DNA进行测序鉴定。结果 6号小鼠Trbv13-3和Trbv19基因各有1个bp的增加和减少,形成移码突变,Trbv13-3和Trbv19基因的表达被破坏。结论成功构建出Trbv13-3和Trbv19基因敲除小鼠,为深入研究Trbv13-3和Trbv19基因与TCR谱系形成的关系提供了小鼠模型。     

基于CRISPR/Cas9技术构建SETD2基因敲除鼻咽癌细胞株并分析其增殖特性

目的:基于CRISPR/Cas9技术构建SETD2基因敲除鼻咽癌(NPC)细胞株,并对该细胞株的增殖特性进行分析。方法:采用RT-PCR及Western blot检测永生化鼻咽黏膜细胞系NP-69及不同分化NPC细胞系CNE1、CNE2Z和C666-1中SETD2的表达情况,筛选出SETD2高表达细胞系CNE1。应用CRISPR/Cas9技术敲除CNE1细胞中的SETD2基因,筛选SETD2稳定敲除细胞株。采用CCK-8和平板集落形成实验分析SETD2基因敲除前后CNE1细胞的增殖能力,流式细胞术检测细胞周期的分布,Western blot检测细胞周期相关蛋白的表达。结果:与NP-69细胞相比,随着细胞分化程度的降低,SETD2在CNE1、CNE2Z和C666-1细胞中的表达逐渐下降(P 0. 01)。基于CRISPR/Cas9方法成功地从15个转染了小向导RNA(small guide RNA,sgRNA)的CNE1细胞单克隆中筛选出2个SETD2稳定敲除的细胞株CNE1-SETD2-KO-#5和#9。CCK-8及平板集落形成实验结果证实,相对于CNE1-WT细胞,CNE1-SETD2-KO-#5和#9细胞的增殖能力增强(P 0. 05);流式细胞术分析表明,CNE1-SETD2-KO-#5和#9细胞G1期减少而G2/M和S期均增加(P 0. 05); Western blot证实,SETD2敲除后增殖细胞核抗原(PCNA)、细胞周期素D1(cyclin D1)、cyclin B1、cyclin A2、cyclin E1、细胞周期素依赖性激酶2(CDK2)和CDK4表达增加,p21表达减少(P 0. 05)。结论:基于CRISPR/Ca9技术成功构建SETD2基因敲除NPC细胞株。NPC细胞中SETD2表达与细胞分化程度有关; SETD2表达缺失通过上调cyclin D1、cyclin B1、cyclin A2、cyclin E1、CDK2和CDK4并下调p21表达而促进细胞增殖。     

利用CRISPR/Cas9技术制备成对框基因2敲除小鼠

目的 利用成簇规律间隔短回文重复序列（CRISPR）/重组CRISPR相关核酸酶9（Cas9）技术双切口法制备成对框基因2（Pax2）敲除小鼠,为探讨Pax2基因在多个系统发育的作用提供动物模型。方法 根据Pax2基因序列设计sgRNA,设计出的sgRNA和Cas9体外转录后显微注射到C57BL/6J 小鼠的受精卵中,F0代小鼠出生后取其基因DNA测序鉴定基因型。共获得8只F0 代小鼠,使敲除成功的F0代小鼠与野生C57BL/6J 小鼠交配,获得F1代小鼠,后均采用基因成功敲除的小鼠与C57BL/6J 小鼠进行交配,可获得稳定的Pax2基因敲除小鼠。结果 成功获得可稳定繁殖的Pax2杂合子基因敲除小鼠,其Pax2基因缺失1628 bp;组织HE染色显示,敲除小鼠的肾小球数量明显减少;Western blotting结果显示,敲除小鼠的肾皮质Pax2蛋白表达较野生型小鼠减少。结论 利用CRISPR/Cas9技术可成功构建Pax2杂合子基因敲除小鼠,为进一步研究Pax2基因的作用奠定基础。     

利用CRISPR/Cas9技术或成功治疗Duchenne型肌营养不良

正据Long CZ 2018年1月31日[Sci Adv,2018,4(1):eaap9004-eaap9004.]报道,美国和德国研究人员通过研究描述了一种新的CRISPR方法,这种新方法或许有望利用Duchenne型肌营养不良(DMD)患者机体的多能干细胞来产生健康的心肌,这种新方法还克服了此前研究人员对DMD细胞进行基因编辑时遇到的多种问题。DMD是一种进行性疾病,其能够不断掠夺患者的肌肉组织,从而诱发患者在年轻时心力衰竭和死亡,当X连锁的肌营养不     

利用CRISPR/Cas9技术繁育基因修饰猪在医学领域的研究进展

猪在解剖学、生理病理学、营养代谢和疾病特征等方面都与人类相似度较高,基因修饰猪现已是疾病发生机制、病理毒理研究、治疗药物评估等众多领域所需的重要动物模型。但是大型基因修饰动物模型生产难度大、步骤繁琐、耗时长、成本高昂。随着基因编辑技术的突破,规律性短重复回文序列簇(CRISPR)和CRISPR相关蛋白9(Cas9)构成的CRISPR/Cas9技术大大提高了基因突变效率,降低了基因修饰动物模型的造模成本,同时简化了步骤,推进了基因修饰猪的广泛应用。本文主要综述了基因修饰猪的生产方法以及利用CRISPR/Cas9技术生产人类疾病动物模型猪的研究进展。     

基于CRISPR/Cas9技术的重组病毒HSV-2-EGFP的构建

目的利用CRISPR/Cas9 (clustered, regularly interspaced, short palindromic repeat/CRISPR-associated nuclease 9)技术构建携带增强型绿色荧光蛋白(enhanced green fluorescent protein, EGFP)基因的单纯疱疹病毒2型(herpes simplex virus 2, HSV-2)。方法利用CRISPR/Cas9技术对外源基因EGFP插入HSV-2基因组的策略进行探索, 设计如下4种插入策略:(1)经典的同源重组修复模式, 即环状双侧同源臂供体介导的基因敲入;(2)线性化单侧同源臂供体介导的基因敲入;(3)同源性非依赖介导的基因敲入;(4)利用稳表达Cas9和sgRNA的细胞株, 进行环状双侧同源臂供体介导的基因敲入。结果使用策略2、3和4均成功构建了携带EGFP的HSV-2, 其中策略2的基因敲入效率最高, 然后依次为策略3、策略4, 策略1未观察到重组病毒的产生。蚀斑纯化后的重组病毒在7代内能稳定表达绿色荧光蛋白, 并且和亲本株在Vero细胞上具有相似的生长...     

CRISPR/Cas9基因编辑技术及其在肿瘤免疫治疗中的应用

正肿瘤的治疗依旧是医学上的难题,由于其发生发展复杂,往往伴随着免疫逃逸和免疫抑制性肿瘤微环境的形成,且肿瘤细胞易于扩散和迁移~([1])。因此,阻止肿瘤细胞的免疫逃逸是一项重要的治疗途径。肿瘤免疫治疗是指通过增强特异性免疫细胞对肿瘤的防御能力,并阻遏其他调节性免疫细胞对肿瘤的保护作用~([2]),从免疫防御的角度来控制肿瘤细胞     

利用CRISPR/Cas9技术构建DOC-1R基因敲除的HEK-293稳转细胞系

目的利用CRISPR/Cas9技术敲除人胚肾(human embryonic kidney cell,HEK-293)细胞中DOC-1R,构建DOC-1R敲除的HEK-293稳转细胞系,用于进一步讨论DOC-1R的生物学功能。方法根据CRISPR/Cas9设计原则,设计向导RNA(single-guide RNA,sgRNA),构建表达载体,对sgRNA测序并转染包装HEK-293T收集上清液测定病毒滴度。前期用Cas9-puro慢病毒感染HEK-293,用已制备的DOC-1R慢病毒感染稳转Cas9的HEK-293,72 h后显微镜下观察HEK-293表达红色荧光蛋白,并用Western blot检测HEK-293中DOC-1R的表达以确定沉默效果。结果测序显示插入的sgRNA序列正确,表达载体成功构建,显微镜下观察到,90%以上HEK-293表达红色荧光蛋白,HEK-293中DOC-1R蛋白表达减少,确定了DOC-1R敲除效果最明显的序列为GCCTACCTATGCTGGCAGCA。结论利用CRISPR/Cas9技术成功构建DOC-1R基因敲除的细胞系,为进一步研究该基因的功能奠定了基础。     

利用CRISPR/Cas9构建R778L类型肝豆状核变性疾病小鼠模型

目的利用CRISPR/Cas9介导的基因编辑系统构建针对人肝豆状核变性R778L突变类型的R780L突变小鼠。方法通过BLAST比对人和小鼠中ATP7B基因和蛋白的序列,证明二者保守性。通过CRISPR/Cas9系统进行小鼠受精卵显微注射,并对小鼠肝豆状核变性症状进行病理和生理学检测。结果人和小鼠中ATP7B基因和蛋白的序列高度保守。通过CRISPR/Cas9技术成功获得纯合的R780L突变小鼠,该小鼠存在明显的肝脏铜离子淤积以及血清ALT、AST的升高且未发现有可检测出的脱靶效应。结论成功利用CRISPR/Cas9介导的基因敲入系统构建了针对人肝豆状核变性R778L类型的R780L突变小鼠模型。     

应用CRISPR/Cas9系统构建Rev-erbβ基因敲除的HEK293细胞系

目的利用成簇的、规律间隔的短回文重复序列/Cas9核酸酶(CRISPR/Cas9)基因组编辑技术,构建Rev-erbβ基因敲除的HEK293细胞系。方法通过单向导RNA(sgRNA)介导Cas9蛋白对目的基因靶位点DNA进行特异性的切割,然后经DNA同源重组单向导RNA或非同源末端连接方式进行修复,以实现对Rev-erbβ基因进行敲入、敲除修饰操作的目的。首先,针对Rev-erbβ基因设计4个sgRNA,经筛选选择活性较高的sgRNA1及sgRNA2用于构建p CMV-h Cas9-U6-Rev-erbβsgRNA1sgRNA2串联载体。然后将p CMV-h Cas9-U6-Rev-erbβsgRNA1sgRNA2和p Ad-E1/hRev-erbβdonor质粒载体共转染至HEK293细胞,通过药物筛选、克隆化及序列测序获得整合有外源供体基因片段的一条链,另一条链为片段缺失的Rev-erbβ基因完全敲除的HEK293(Rev-erbβ-/-)细胞系。最后通过用Western blot法和实时定量PCR对敲除Rev-erbβHEK293细胞系(C3-6)进行检测。结果敲除Rev-erbβ基因的HEK293细胞系中均未检测到Rev-erbβmRNA和蛋白质的表达。结论利用CRISPR/Cas9技术,成功构建了基因定点修饰和敲除的Rev-erbβ-/-HEK293细胞系,为Rev-erbβ的功能和作用机制研究提供有效工具。     

在人细胞中构建出一种基于CRISPR/Cas9的双核CPU

<正>据Kim H 2019年4月9日[Proc Natl Acad Sci USA,2019,116(15):7214-7219.]报道,瑞士苏黎世联邦理工学院的研究人员将两个基于CRISPR/Cas9的核心处理器整合到人体细胞中。这代表了在构建强大的生物计算机方面迈出了重要的一步。基于从数字世界借来的模型通过基因开关控制基因表达长期以来一直是合成生物学的主要目标之一。数字技术使用所谓的逻辑门来处理输入信号,产生电路,比如仅当输入信号A和B同时存在时才产生输出信号C。迄今为止,生物     

应用CRISPR/Cas9系统构建敲除APE1基因的AC16心肌细胞株

目的应用CRISPR/Cas9系统构建敲除APE1基因的AC16心肌细胞株,为研究APE1在心肌细胞的功能提供研究基础。方法根据RISPR/Cas9靶向原理设计人APE1基因的导向RNA(sgRNA),构建sgRNA-LentiCRISPRV2重组质粒并转入293T细胞制备sgRNA-Cas9慢病毒;该病毒浸染AC16心肌细胞,嘌呤霉素筛选出阳性细胞并稀释至单克隆。免疫印迹法测定单克隆细胞中APE1蛋白表达。结果免疫印迹法检测的结果显示,筛选出的单克隆细胞的APE1蛋白表达完全缺失;PCR产物测序结果表明,靶向敲除APE1的心肌细胞,不存在sgRNA介导CRISPR-Cas9随机的核苷酸插入。结论应用CRISPR/Cas9系统成功构建了敲除APE1基因的AC16心肌细胞株。     

CRISPR/Cas9载体优化及CHD1L条件性敲除肝癌细胞系的构建

目的利用优化的pLV-Tet3G-CRISPR/Cas9载体系统构建条件性敲除CHD1L的QGY-7703肝癌细胞系,验证敲除效果及其对细胞生物学的影响,为研究CHD1L促肿瘤细胞恶性表型机制提供重要的细胞模型。方法用点突变方法优化pLV-Tet3G-Cas9载体以降低其脱靶效应,进而将Cas9改造成eSpCas9;其次,通过筛选获得稳定表达eSpCas9的QGY-7703细胞株;将mCherry基因插入载体pLVXhU6-SgRNA中,获得携带mCherry荧光基因的pLVX-mCherry-hU6-SgRNA载体;设计和筛选特异性靶向CHD1L的SgRNA序列,用重叠PCR方法获得hU6-CHD1L-SgRNA片段,筛选具有CHD1L切割活性的靶点,随后,将其克隆到pLVX-mCherry-hU6-SgRNA载体中;用293FT细胞进行病毒包装,获得慢病毒颗粒;转染7703eSpCas9细胞株,利用Western blot验证Dox诱导下的CHD1L敲除效果,划痕和Transwell实验检测Dox诱导的CHD1L敲除对肝癌细胞生物学功能的影响。结果 pLV-Tet3G-Cas9载体Cas9成功优化为eSpCas9序列;成功构建pLVX-mCherry-hU6-CHD1L-SgRNA载体;通过转染及筛选,获得Dox诱导的CHD1L敲除QGY-7703肝癌细胞系;细胞实验显示Dox可诱导eSpCas9表达,靶向性切割CHD1L,抑制QGY-7703细胞的迁移侵袭。结论成功构建Dox诱导的CHD1L敲除肝癌细胞株,此载体系统可为靶向肿瘤特异性基因研究提供细胞模型。     

利用CRISPR/PITCH系统构建表达CSDE1-EGFP的B16细胞株

目的用新型CRISPR/PITCH系统构建表达CSDE1-EGFP的小鼠黑色素瘤B16细胞株,分选出低表达CSDE1与高表达CSDE1的B16细胞株,并进行功能探讨。方法用微同源介导的末端连接(MMEJ)方法将增强型绿色荧光蛋白(EGFP)编码序列插入到CSDE1基因最后一个外显子上;用流式细胞测量术、PCR、免疫荧光及活细胞成像来检测CSDE1-EGFP是否插入成功,检验EGFP的荧光强弱与CSDE1的表达高低是否一致;用Transwell小室法、小鼠荷瘤模型实验观察低表达CSDE1与高表达CSDE1的B16细胞株之间的功能差异。结果分选出低表达CSDE1与高表达CSDE1的B16细胞株,检测出EGFP表达强弱与CSDE1表达高低一致。观察到CSDE1蛋白表达量不同的B16细胞株在功能上有所差异。结论为研究CSDE1在其他肿瘤细胞内的动态定位以及因表达量不同而产生的功能差异,新型CRISPR/PITCH系统提供了快速有效的直观方法。