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1.
8-Br-cAMP和槲皮素对Eca-109细胞周期及凋亡的影响   总被引:2,自引:2,他引:0  
目的观察8-Br-cAMP和槲皮素(quercetin)对Eca-109细胞周期及凋亡的影响.方法将贴壁培养的Eca-109细胞随机分成3组,Br组加8-Br-cAMP至终浓度为2×105 mol/L;Q组加槲皮素至终浓度为43 μmol/L;C组不加任何药物,只加入新培养液培养.3组在同等条件下继续培养48 h.采用流式细胞仪检测细胞的周期,采用TUNEL法检测细胞凋亡百分率,采用DNA琼脂糖凝胶电泳法观察细胞DNA降解情况.结果2实验组细胞中G2-M期细胞比例较对照组显著上升(P<0.01).细胞凋亡百分率2实验组显著高于对照组(P<0.01);Br组和Q组相比,差异无统计学意义(P>0.05).DNA琼脂糖凝胶电泳中Br组和Q组皆呈DNA"梯样型"带,对照组未呈现DNA降解.结论8-Br-cAMP和槲皮素皆可阻滞Eca-109细胞于G2-M期,并进一步诱导Eca-109细胞凋亡.  相似文献   

2.
8-Br-cAMP和槲皮素对Eca-109细胞内游离钙离子浓度的影响   总被引:2,自引:1,他引:1  
目的观察8-Br-cAMP和槲皮素对人食管癌Eca-109细胞内游离钙离子浓度([Ca2+]i)的影响.方法将贴壁培养的Eca-109细胞随机分成3组,Br组加8-Br-cAMP至终浓度为2×105 mol/L;Q组加槲皮素至终浓度为43 μmol/L;C组不加任何药物,只加入新培养液培养.3组细胞同时培养48 h,用激光共聚焦显微镜观察3组细胞内钙离子的荧光强度.结果对照组细胞内游离钙离子荧光强度为59.2±8.1,Br组细胞内游离钙离子荧光强度为63.3±8.5,与对照组比较差异无统计学意义(P>0.05);Q组细胞内游离钙离子荧光强度为113.3±12.5,与对照组相比差异有统计学意义(P<0.01).结论提示Br和Q诱导细胞凋亡的信号传导途径可能存在一定差异.  相似文献   

3.
目的探讨8-Br-cAMP和槲皮素单独和联合应用对Eca-109细胞耐药性的影响.方法将培养的Eca-109细胞随机分为4组①8-Br-cAMP组(Br组); ②槲皮素组(Q组); ③(Br+Q)组; ④不加药物的对照组(C)组.同时培养48 h,对以上4组细胞制备细胞滴片及硝酸纤维素膜(NCM)滴膜2种标本,分别进行MRP和POLB的免疫组化染色和免疫斑点印迹阵列及TLC扫描.结果免疫组化染色显示 C组的MRP-IR、POLB-IR强于Br组、Q组或(Br+Q)组,P<0.01.TLC扫描OD值C组MRP-IR高于Br、Q(Br+Q)组约3倍;POLB-IR高于Br、Q或(Br+Q)组约2倍;MRP与POLB呈显著正相关r=0.983 8,P<0.01.结论8-Br-cAMP和槲皮素联合用药或单独用药均可降低Eca-109细胞的多药耐受性而提高药物的敏感性,可有利于提高临床疗效.  相似文献   

4.
目的探讨8-Br-cAMP和槲皮素对Eca-109细胞wtp53、c-myc、bcl-2基因的扩增、表达以及VEGF表达的影响.方法将贴壁培养的Eca-109细胞随机分成3组,Br组加8-Br-cAMP至终浓度为2×105 mol/L;Q组加槲皮素至终浓度为43 μmol/L;C组不加任何药物,只加入新培养液培养.3组细胞同时培养48h.以cDNA 阵列技术显示Eca-109细胞凋亡中wtp53、c-myc、bcl-2 DNA拷贝和mRNA的表达,以免疫组化法显示VEGF的表达.结果Br组和Q组与C组相比wtp53 DNA拷贝和mRNA信号较强,c-myc、bcl-2 DNA拷贝和mRNA信号较弱,VEGF表达较弱.结论8-Br-cAMP和槲皮素皆可通过上调wtp53,下调bcl-2、c-myc基因的扩增和表达,下调VEGF的表达,而诱导Eca-109细胞凋亡.  相似文献   

5.
目的探讨8-Br-cAMP及槲皮素等分化诱导剂对Eca-109细胞DNA polβ基因及相关基因表达的影响.方法将培养的Eca-109细胞分为3组①加8-Br-cAMP组(Br组);②加槲皮素组(Q组);③不加任何药物对照组(C组).同时培养48 h,将野生型DNA polβ的cDNA, EGFR cDNA,野生型(wt) p53 cDNA及c-myc cDNA分别制备了生物素/地高辛标记的探针进行原位杂交和RNA斑点印迹阵列.另进行POLB,XRCC1,VEGF及PCNA的免疫组化染色及免疫斑点印迹阵列.结果Br组和Q组的DNA polβ,EGFR,c-myc基因表达下调而wtp53基因表达上调.POLB,XRCC1,PCNA及VEGF免疫斑点印迹减弱.8-Br-cAMP及槲皮素显著下调Eca-109细胞的DNA polβ基因表达及相关癌基因表达,同时上调抑癌基因的表达.作为POLB的异二聚体XRCC1及恶性细胞生物标志的PCNA及VEGF表达下调.结论分化诱导剂下调Eca-109细胞DNA polβ基因表达,提示Eca-109细胞的polβ基因是高表达的;功能调整后的polβ通过相关基因表达的改变尤其是wt p53基因表达的上调在癌细胞分化中可能起重要作用.  相似文献   

6.
8-Br-cAMP和槲皮素对Eca-109细胞凋亡中P38和Caspase-3表达的影响   总被引:10,自引:3,他引:7  
目的 探讨8-Br-cAMP和槲皮素对Eca-109细胞凋亡中P38、Caspase-3表达的影响.方法将贴壁培养的Eca-109细胞随机分为3组①对照组只加DMEM(Sigma)培养液(含体积分数10%胎牛血清)培养48 h.②Br组终浓度为2×10-5 mol/L 8-Br-cAMP的培养液培养48 h.③Q组终浓度为43 μmol/L槲皮素的培养液培养48 h.对以上3组细胞以TUNEL法染色计数细胞凋亡率.以免疫组化方法观察3组细胞的P38 MAPK-IR和Caspase-3-IR反应性.结果Br组及Q组细胞凋亡率高于对照组;Br组及Q组细胞的P38 MAPK-IR高于对照组;Br组及Q组细胞的Caspase-3-IR亦高于对照组.P38 MAPK-IR与Caspase-3-IR呈正相关.P均<0.05.结论P38 MAPK及Caspase-3参与了8-Br-cAMP及槲皮素诱导的Eca-109细胞的凋亡.  相似文献   

7.
目的:探讨8-Br-cAMP和槲皮素(quercetin)诱导的Eca-109细胞p16基因启动子特异性结合的序列特异性DNA结合蛋白(DBP)的定位。方法:应用DBP定位改进方法,以制备的特异性DNA探针检测目的DBP在细胞内的定位;以免疫细胞化学技术,检测纲胞PCNA免疫反应性,作为肿瘤细胞恶性程度生物标志。结果:DBP定位信号以胞核为主,胞质有阳性信号的细胞.胞膜也呈阳性信号;2实验组信号比对照组强;各组信号均以大细胞更强;PCNA免疫细胞化学阳性呈棕黄色颗粒,主要位于胞核.对照组强于实验组。各组均以大细胞阳性信号更强。结论:2实验组与p16基因启动子结合的DBP主要位于胞核,但核外存在结合潜力的蛋白质。2实验组:PCNA免疫反应性均下降。捉示这些与p16基因启动子区结合的DBP在一定程度上可诱导细胞恶性逆转化。  相似文献   

8.
目的:探讨8—Br—cAMP对人食管癌Eca—109细胞凋亡的影响及其相关基因表达的变化。方法:采用TUNEL法检测细胞凋亡,应用原位杂交、组织化学、免疫组织化学以及RNA和蛋白质斑点印迹技术相对定量,观察8—Br—cAMP对Eca—109细胞凋亡相关基因及凋亡效应分子表达的影响。结果:8—Br—cAMP作用48h后可显著诱导Eca—109细胞凋亡,并见到野生型(wt)p53及iNOS基因表达上调,bcl—2、c—myc基因表达下调,iNOS活性增强,Fas—IR减弱。结论:8—Br—cAMP通过调控凋亡相关基因及凋亡效应分子的表达,使之相互作用、相互协同,诱导人食管癌Eca—109细胞的凋亡。其中,wtp53在该凋亡的诸多因素中起着关键作用。  相似文献   

9.
目的应用Southwestern技术研究8-Br-cAMP和槲皮素(quercetin)对Eca-109细胞DNA结合蛋白与p16基因启动子区的结合调控mRNA表达的影响.方法将贴壁培养的Eca-109细胞随机分成3组,Br组加8-Br-cAMP至终浓度为2×105 mol/L;Q组加槲皮素至终浓度为43 μmol/L;C组不加任何药物,只加入新培养液培养.同时培养48 h,应用质粒提取及限制性酶切回收目的DNA片段,采用生物素随机引物标记探针;应用DNA斑点印迹技术检测探针的灵敏度后以Southwestern印迹技术检测与p16基因启动子区特异性结合的DNA 结合蛋白(DBP);以原位杂交检测p16基因mRNA的表达情况.结果实验组条带强于对照组,Br组强于Q组;核基质DNA结合蛋白主带位于Mr66 000、58 000和20 000;核外DNA结合蛋白主带位于Mr40 000、28 000和20 000;2者中20 000是共同成分.原位杂交技术显示p16基因mRNA蓝紫色信号颗粒位于胞质,杂交信号以实验组较强.结论8-Br-cAMP和quercetin尤其是前者作用于人食管癌Eca-109细胞,诱导产生与p16基因启动子结合较强的DBP,启动p16基因表达.  相似文献   

10.
目的探讨8-Br-cAMP和槲皮素联合应用对Eca-109细胞的凋亡和Bcl-2、Bax、XRCC1等凋亡相关蛋白的作用.方法将Eca-109细胞随机分为4组①8-Br-cAMP组(Br组); ②槲皮素组(Q组); ③(Br+Q)组; ④不加药物的对照(C)组.同时培养48 h,对以上4组细胞制备细胞滴片及硝酸纤维素膜(NCM)滴膜2种标本,分别进行Bcl-2、Bax、XRCC1的免疫组化和免疫斑点印迹实验,并以TUNEL法检测各组细胞凋亡率.结果细胞凋亡率,C组为4%,(Br+Q)组为70%,Br组为42%,Q组为35%,(Br+Q)组>Br组或Q组>C组,P<0.001.Br、Q及(Br+Q)组与对照组相比,Bcl-2-IR及XRCC1-IR皆低于C组,P<0.001,而Bax-IR则高于C组,P<0.001;Br组Q组或Br组(Br+Q)组,P>0.05.Bcl-2-IR与XRCC1-IR呈显著正相关,与Bax-IR和Bax-IR与XRCC1皆呈显著负相关.结论Br与Q联合用药与单独用药皆可下调Bcl-2及XRCC1表达,上调Bax表达;联合用药的细胞凋亡率显著高于单用Br或Q.提示,中西医联合用药可能更具有临床治疗意义.  相似文献   

11.
目的探讨8-Br-cAMP和槲皮素对Eca-109细胞核基质蛋白的影响.方法将贴壁培养的Eca-109细胞随机分成3组,Br组加8-Br-cAMP至终浓度为2×105 mol/L;Q组加槲皮素至终浓度为43 μmol/L;C组不加任何药物,只加入新培养液培养.同时培养48 h,应用SDS-PAGE技术分析3组细胞核基质蛋白成分.结果实验组(Br组与Q组)与对照组(C组)比较,相对分子质量64 000、66 000、58 000为增加的条带,14 000、17 000、18 000为增强的条带,92 000是减弱的条带.2个实验组相比,以Br组变动显著.结论8-Br-cAMP和槲皮素可以诱导Eca-109细胞核基质蛋白成分改变,可能对肿瘤细胞基因表达调控、分化及凋亡起重要作用.  相似文献   

12.
8-Br-cAMP对Eca-109细胞c-myc,wtp53,iNOS基因和EGFR表达的影响   总被引:1,自引:1,他引:0  
目的探讨8-Br-cAMP对Eca-109细胞c-myc、wtp53、iNOS基因和EGFR表达的影响.方法将贴壁培养的Eca-109细胞随机分为2组①实验组加8-Br-cAMP至终浓度为2×10-5mol/L,培养24 h;②对照组不加8-Br-cAMP,培养24 h.对2组的细胞涂片和硝酸纤维素膜(NCM)标本进行c-myc、wtp53、iNOS基因和EGFR表达检测,并对扫描数值进行统计学处理.结果原位杂交及免疫组化反应信号皆定位于Eca-109细胞的胞质,扫描数值显示①c-myc mRNA实验组为3.38±0.99,对照组为5.18±1.39;②wtp53 mRNA实验组为2.74±0.83,对照组为0.38±0.27;③iNOSmRNA实验组为4.52±0.74,对照组为2.63±0.13;④EGFR-IR实验组为2.37±1.05,对照组为4.38±0.48.以上实验组与对照组比较差异有统计学意义(P均<0.05).结论c-myc、wtp53和NO均可参与8-Br-cAMP诱导癌细胞的分化效应.  相似文献   

13.
槲皮素和8-Br-cAMP对Eca-109细胞抑癌基因表达的影响   总被引:1,自引:0,他引:1  
目的 :探讨槲皮素和 8 Br cAMP对Eca 1 0 9细胞抑癌基因表达的影响。方法 :将培养的Eca 1 0 9细胞随机分成 3组 :①Br组 ,加 8 Br cAMP至终浓度为 2× 1 0 -5mol/L ;②Q组 ,加槲皮素至终浓度为 4 3μmol/L ;③C组 ,不加任何药物 ,只加入新培养液培养。 3组细胞同时培养 4 8h后 ,分别提取mRNA。将野生型 (wt)p5 3、p1 6和p2 1WAF1cDNA分别制备成生物素标记的探针 ,以mRNA斑点印迹阵列显示Eca 1 0 9细胞wtp5 3、p1 6和p2 1WAF1基因的表达。将 3组细胞分别滴片 ,同时进行分化染色 ,记数分化和增殖细胞比率。结果 :与C组相比 ,Br组和Q组wtp5 3、p1 6和p2 1WAF1mRNA信号增强 ,P <0 .0 1 ;Br组和Q组分化细胞比率显著提高 ,P <0 .0 1。结论 :槲皮素和 8 Br cAMP皆可通过上调wtp5 3、p1 6和p2 1WAF1基因的表达 ,抑制Eca 1 0 9细胞增殖 ,诱导Eca 1 0 9细胞分化  相似文献   

14.
目的:探讨8—Br—cAMP对人视网膜母细胞瘤HXO—Rb44细胞系的凋亡效应。方法:以8—Br—cAMP体外作用HXO—Rb44细胞,分为3个实验组和3个对照组,分别进行24h,48h和72h培养。应用RNA斑点印迹、免疫组化斑点印迹及原位杂交技术,分别对HXO—Rb44细胞的bcl—2杂交信号和PcNA、Fas、FasL表达信号进行检测。采用TUNEL法检测HXO—Rb44细胞的凋亡率。结果:在不同培养时间的实验组巾HXO—Rb44细胞的凋亡率明显高于各自的对照组(未经8—Br—cAMP处理);而PCNA、Fas、bcl—2杂交信号扫描数值低于对照组,FasL杂交信号扫描数值高于对照组,尤以48h的作用最显著。结论:8—Br—cAMP可能是通过下调细胞内的bcl—2基因、Fas和PCNA的表达和上调FasL的表达而诱导HXO—Rb44细胞系凋亡。  相似文献   

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